Un nuevo sensor fluorescente permite observar la reparación del ADN en tiempo real
Un equipo de investigadores ha diseñado un sensor fluorescente capaz de seguir, segundo a segundo, cómo se dañan y reparan los genes dentro de células vivas. La herramienta abre una ventana inédita al corazón mismo de la maquinaria que protege nuestro ADN de mutaciones y enfermedades.
Por Enrique Coperías
Un nuevo sensor fluorescente desarrollado en la Universidad de Utrecht permite a los científicos observar en tiempo real cómo se dañan y reparan las moléculas de ADN dentro de células vivas, un avance con gran potencial para la investigación del cáncer, la toxicología y la biología del envejecimiento. Ilustración generada con Copilot
La historia de la genética moderna podría contarse como una interminable batalla contra las brechas que aparecen en el ADN. Cada día, en cada célula, decenas de agresiones, desde radiación, fármacos, errores de copia hasta simples reacciones químicas de nuestro metabolismo, atacan y deterioran el material genético.
Entre las lesiones más peligrosas están las roturas de doble cadena, auténticos cortes limpios en el ADN que, si no se reparan de forma correcta, pueden provocar mutaciones, inestabilidad genómica y, en último término, enfermedades como el cáncer.
Pese a su importancia, seguir estas roturas dentro de células vivas en tiempo real ha sido un reto frustrante en varias generaciones de genetistas. Hasta ahora. Un equipo de investigadores de la Universidad de Utrecht y el Instituto Oncode, en los Países Bajos, informa de la creación de un nuevo sensor proteico capaz de localizar y visualizar el daño en el ADN mientras está ocurriendo, sin necesidad de fijar las células ni manipularlas químicamente.
Su trabajo, publicado en la revista Nature Communications, abre la puerta a entender de forma mucho más precisa cómo se activa y resuelve la reparación del ADN en distintos contextos, desde células madre hasta tejidos animales completos, e incluso a desarrollar aplicaciones biomédicas y tecnológicas en diagnóstico, cribado farmacológico y terapia génica.
¿Por qué es tan difícil ver el daño en el ADN dentro de una célula viva?
Cuando una doble cadena de ADN se rompe, el proceso de reparación despliega un auténtico ballet molecular. Una de las primeras señales de alarma es la fosforilación de una variante de la histona H2A, llamada H2AX. Esta versión modificada, conocida como γH2AX, actúa como un contratista que recluta a docenas de proteínas reparadoras. En la práctica, γH2AX es hoy uno de los marcadores más utilizados por los genetistas para detectar daño en el ADN.
El problema es que esta detección suele hacerse en células muertas, fijadas y tratadas con anticuerpos específicos. Eso impide observar cómo evoluciona el daño con el tiempo. Existen métodos más recientes, como los nanocuerpos fluorescentes, pero presentan limitaciones: cinética lenta, interferencias con las proteínas reparadoras naturales o dificultades para funcionar en organismos vivos.
El nuevo estudio, sin embargo, resuelve ese obstáculo recurriendo a una estrategia ingeniosa: aprovechar dominios de proteínas humanas que, de forma natural, reconocen γH2AX. Los autores del trabajo examinaron con lupa una familia de módulos proteicos llamados BRCT, conocidos por actuar como lectores de fosfoproteínas en respuesta a daños genómicos. Tras analizar filogenéticamente y comparar decenas de estos dominios en ratones, seleccionaron siete combinaciones de tándem BRCT de proteínas implicadas en la respuesta al daño, como MDC1, BRCA1 y TP53BP1.
Cada una de estas piezas fue luego fusionada a una proteína fluorescente (eGFP) para crear un conjunto de posibles sensores. Después, mediante ingeniería genética, los investigadores integraron cada sensor en un lugar fijo del genoma de células madre embrionarias de ratón (mESC). El objetivo: determinar cuál de ellos se comportaba como el mejor rastreador de daño en el ADN en tiempo real.
Imágenes en directo muestran el sensor fluorescente actuando dentro de una célula viva: los puntos verdes brillantes aparecen justo en el momento en que el sensor se une a los lugares donde el ADN ha sufrido daño. Cortesía: Utrecht University
Cómo funciona el nuevo sensor de daño en el ADN
Cuando expusieron las células vivas a etopósido, un fármaco que genera roturas de doble cadena, observaron que uno de los sensores destacaba por encima del resto: el formado por los dominios BRCT2 y BRCT3 de la proteína MCPH1, asociada históricamente a síndromes de microcefalia —trastornos del desarrollo en los que el cerebro no crece con normalidad, provocando una cabeza anormalmente pequeña y, a menudo, discapacidades neurológicas—, pero también implicada en el control de la reparación del ADN.
Este sensor MCPH1-BRCT-eCR generó numerosos puntos fluorescentes en el núcleo celular, visibles como faros que marcan con precisión los lugares dañados. Además, cuando los investigadores compararon dónde aparecía la señal del nuevo sensor y dónde estaba la señal de γH2AX (la marca natural que indica daño en el ADN), ambas coincidían casi exactamente en los mismos puntos del núcleo. Otros candidatos funcionaban razonablemente bien, pero ninguno igualaba la sensibilidad del de MCPH1.
En este punto, el investigador principal del hallazgo, Tuncay Baubec, resume la importancia de la innovación como «una manera de mirar dentro de la célula sin perturbarla», una idea que sintetiza el espíritu de toda la herramienta biológica.
Los experimentos posteriores permitieron confirmar algo esencial: el sensor depende por completo de la presencia de γH2AX. En células humanas RPE-1 sin H2AX, el sensor no se acumulaba, incluso tras inducir daño masivo. Y cuando se bloqueó ATM —la quinasa que fosforila H2AX—, la formación de focos desaparecía.
Un sistema rápido, reversible y sin interferencias
Uno de los mayores riesgos de introducir sensores artificiales en biología molecular es que puedan interferir con el proceso que pretenden medir. Para comprobar que este no era el caso, el equipo de investigación analizó si la presencia del sensor alteraba la dinámica de reclutamiento de proteínas reparadoras como 53BP1 o RAD51. No lo hacía.
Los experimentos con FRAP, una técnica que, dicho de forma sencilla, mide lo rápido que una proteína se mueve y se despega del ADN dentro del núcleo apagando temporalmente su fluorescencia y observando cuánto tarda en recuperarse, revelaron que la unión del sensor a la cromatina era extraordinariamente dinámica, con tiempos de residencia de un segundo. Esta propiedad convierte al sensor en una herramienta ideal para medir cinéticas rápidas sin perturbar el proceso.
Tampoco hizo a las células más vulnerables a la radiación ultrvioleta, al etopósido o a agentes alquilantes, compuestos químicos que dañan el ADN añadiendo grupos químicos (alquilos) a sus bases, lo que puede provocar mutaciones. En resumen, el sensor se comporta como un observador silencioso.
Ver en directo cómo se forma y desaparece el daño
El verdadero potencial de esta tecnología se revela en imágenes de tiempo real. Al añadir camptotecina, capaz de causar roturas en el ADN, a células madre o U2OS —una línea celular humana derivada de un osteosarcoma (cáncer de hueso)—, los autores siguieron fotograma a fotograma cómo aumentaba el número de focos en cuestión de minutos. Los sensores mutados no formaban focos, ni siquiera ante daño espontáneo.
Aquí, Cardoso Da Silva recuerda el momento clave: «Estaba probando algunos fármacos y vi que el sensor se iluminaba exactamente donde lo hacían los anticuerpos comerciales. Ese fue el momento en que pensé: esto va a funcionar».
Él y sus colegas llevaron la herramienta aún más lejos: introdujeron el sensor en el genoma del nematodo Caenorhabditis elegans. Allí detectó cortes programados durante la meiosis. Como subraya Baube, «demostró que la herramienta no sirve solo para células en el laboratorio. Puede utilizarse también en organismos vivos reales».
Richard Cardoso da Silva (izquierda) y Tuncay Baubec, dos de los investigadores que ha desarrollado el sensor fluorescente que revela en tiempo real cómo se repara el ADN en células vivas. Cortesía: Utrecht University
Mapear el daño en todo el genoma
Los investigadores querían saber si el sensor sería capaz de detectar roturas producidas de manera dirigida, como las generadas por la técnica de cortapega genético CRISPR-Cas9. Usaron células humanas equipadas con estas tijeras genéticas para generar una o cuatro roturas muy precisas en el ADN, y el sensor fue capaz de localizar cada una de ellas sin excepción.
La prueba más difícil fue detectar el daño en zonas del ADN muy compactas, llamadas cromocentros. Incluso allí, el sensor localizó el daño sin alterar la estructura. Una demostración de que la herramienta funciona en contextos cromatínicos complejos.
En un tipo especial de células U2OS que permite generar cortes de ADN en puntos concretos, los investigadores compararon dónde se unía el sensor con técnicas de análisis del genoma. Los resultados coincidieron con los métodos de referencia, lo que demuestra que el sensor funciona muy bien para estudiar dónde se produce daño en la cadena de ADN.
Aplicaciones: del laboratorio a la medicina y la IA biomédica
Gracias a su especificidad, velocidad y ausencia de interferencias, el sensor MCPH1-BRCT es ideal para observar procesos de reparación del ADN en vivo, durante horas o días, en células individuales o en organismos completos. Los autores del trabajo citan algunas de las posibles aplicaciones del avance genético:
✔️ Investigación sobre cáncer: muchas quimioterapias funcionan generando daño en el ADN. Este sensor permitirá medir su eficacia con precisión.
✔️ Toxicología y seguridad química: permite detectar daños genómicos en tiempo real ante fármacos o compuestos tóxicos.
✔️ Biología del envejecimiento: el daño acumulado en el ADN es un marcador clave de envejecimiento celular.
✔️ Desarrollo de CRISPR y edición genética: el sensor detecta roturas generadas por CRISPR, incluso las más difíciles de visualizar.
✔️ Aplicaciones clínicas futuras: detectar exposición a radiación, mutágenos o medir la capacidad de reparación del paciente.
Baubec destaca su valor en investigación biomédica: «Ahora mismo, los investigadores clínicos suelen usar anticuerpos para evaluar esto. Nuestra herramienta podría hacer estas pruebas más baratas, rápidas y precisas».
Y su colegaDa Silva subraya su versatilidad conceptual: «Dependiendo de tu creatividad y de tu pregunta, puedes usar esta herramienta de muchas maneras». Finalmente, la herramienta se comparte sin restricciones. Baubec concluye: «Todo está en línea. Los científicos pueden usarla inmediatamente». ▪️
Información facilitada por la Universidad de Utrecht
Fuente: Da Silva, R. C., Eleftheriou, K., Recchia, D. C. et al. Engineered chromatin readers track damaged chromatin dynamics in live cells and animals. Nature Communications (2025). DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-025-65706-y
